1. Det ofte begrænsede materiale bør prioriteres for at:

• fastslå malignitet
• karakterisere tumortypen
• undersøge for prædiktive markører. (A)

2. Cytologiske og histologiske materialer er ligeværdige alternativer. (A)

3. Det anbefales at sammenholde eventuelle samtidige og tidligere cytologiske og histologiske materialer mhp. kongruens i svarafgivelsen. (D)

4. Det anbefales at være tilbageholdende med kategorisk diagnose ved suboptimalt materiale. (D)

5. Forskellige cytologiske materialer og præparationsmetoder kan anvendes hver for sig eller i kombination afhængig af lokale erfaringer og ekspertise. (C)

6. Det anbefales at præparere på en sådan måde, at der er mulighed for immunfarvninger. (A)

7. Ekspektorat bør kun anvendes i meget begrænset omfang. (C)

8. Exfoliativ cytologi fra bronkieslimhinden kan ikke sikkert skelne mellem in situ og invasivt planocellulært karcinom, og fund af maligne celler heri bør sammenholdes med radiologi og evt. bronkoskopifund. (C)

9. Den hurtige farvemetode af udstrygninger (Quick-Diff) bør alene anvendes ved akut diagnostik, da morfologien er dårligere end i rutinefarvede udstrygninger. (C)

10. Quick-Diff farvede udstrygninger kan omfarves med konventionel MGG. (D)

11. Der kan foretages akut diagnostik med haste- eller fremskyndet svar baseret på Quick-Diff eller rutinefarvede udstrygninger. Metoden er behæftet med differentialdiagnostiske vanskeligheder. (C)

12. Rapid On Site Evaluation (ROSE) med Quick-Diff farvning kan anvendes til akut diagnostik og/eller vurdering af repræsentativitet for at undgå gentagne undersøgelser. (C)

13. Cytologiske materialer kan præscreenes af cytobioanalytikere, og der kan laves aftale om besvarelse af normale og uegnede prøver. Endvidere kan der laves aftale om, at cytobioanalytikere bestiller immunfarvninger. (D)

14. Der skal foretages vurdering af repræsentativitet ved undersøgelse af torakale lymfestationer. (C)

15. Biopsimaterialet er ofte sparsomt, og skæring af snit inkl. tilskæring skal derfor gøres forsigtigt med mindst muligt spild. Man kan vælge at skære ufarvede snit i et antal, som forventes at være tilstrækkeligt til supplerende undersøgelser i de fleste tilfælde. (C)

16. Ved mediastinoskopisk biopsi af mediastinale lymfeknuder bør alt væv indstøbes, og der bør laves trinsnit. (D)

17. Excisionsbiopsi bør modtages frisk og perfusionsfikseres til udskæring følgende hverdag. Makro- og mikroskopi inkl. evt. frysemikroskopi udføres som for de operative præparater (se under ”Materiale ved operativ behandling af lungecancer”). (D)

18. Frysemikroskopi bør ikke udføres på små biopsier. (D)

19. Vævet bør modtages frisk med mindst mulige transporttid (optimalt < 15 min). (D)

20. Der bør udtages væv til Biobank, såfremt det er muligt. (D)

21. Præparatet bør perfusionsfikseres. Diffusionsfiksering kan ikke anbefales. (C)

22. Udtagning af materiale til biobank og perfusionsfiksering kan foretages af bioanalytikere. (D)

23. Akut diagnostik er mulig med frysemikroskopi og kan bruges i udvalgte tilfælde. De diagnostiske muligheder er begrænsede ved denne suboptimale metode og kan være behæftet med forbehold. Diagnosen bør konfirmeres efter paraffinindstøbning. (C)

24. Den makroskopiske vurdering/udskæring skal (sammen med mikroskopien) danne grundlag for vurdering af TNM og radikalitet samt tumordiagnostik. (A)

25. Udskæringsmetode kan vælges efter tumors lokalisation og relationer, samt den udskærende patologs præferencer. (C)

26. Tumor(er) beskrives. Små tumorer indstøbes totalt, og fra større tumorer udtages repræsentative snit. (C)

27. Tumors relation til pleura viscerale beskrives, og dokumenteres af repræsentative snit ved nær relation. (C)

28. Afstande til bronkie- og parenkymale resektionsrande angives hvis relevant. (D)

29. Relation til evt. extrapulmonale strukturer angives, og der udtages snit til verificering ved mistanke om invasion deri, samt til illustration af resektionsrandene, som med fordel kan tuschmarkeres forud herfor. (C)

30. Alle lymfeknuder deles i 2-3 mm tykke skiver, alt medtages og der skæres trinsnit. (D)

31. Fokale/diffuse forandringer i øvrige lungevæv/pleura beskrives, og der udtages snit derfra. Min. 1 snit af lungevæv uden tumor. (D)

32. Mikroskopien skal (sammen med makroskopien) danne grundlag for klassifikation af tumor, samt vurdering af TNM og radikalitet. (A)

33. Gældende WHO-klassifikation skal anvendes som standard for klassifikation af tumorer (aktuelt 4. udgave, 2015). (A)

34. Ved flere separate tumorer bør disse sammenlignes og diskuteres i forhold til multifokalitet af samme tumor vs. flere synkrone primære tumorer. Kategorisk skelnen er ofte ikke mulig trods omfattende histologisk vurdering, og multidisciplinær gennemgang inkl. billeddiagnostik må ofte indgå i beslutningen. (C)

35. Bedømmelse af stadium skal udføres i henhold til gældende TNM-klassifikation (aktuelt 8. udgave, 2017). (A)

36. Mikroskopien skal verificere eller korrigerer den makroskopiske vurdering ift. fx tumorstørrelse, indvækst i andre strukturer, metastatisk sygdom, resektionsrandsforhold mm. (A)

37. Ved oplagt morfologi, og ingen mistanke om, at det kunne dreje sig om metastase, er immunundersøgelser ikke nødvendige. (C)

38. Der kan ikke anbefales et fast immunpanel, og et panel må sammensættes på baggrund af de differentialdiagnostiske overvejelser og den aktuelle problemstilling, herunder mængden af materiale, og så vidt muligt under hensyntagen til mulighed for undersøgelser for prædiktive markører. (C)

39. Ved SNOMED-kodning skal anbefalingerne i dokumentet ”Kodning af lungecancer” anvendes. (D)

40. Der skal kodes så ensartet og specifikt som muligt, for at data indberettet til Patobanken og dermed bl.a. DLCR bliver så korrekte som muligt. (D)

41. ”ÆF4100 udgangspunkt i lunge” skal anvendes ved alle lungecancerdiagnoser udenfor lunger og bronkier. (D)

42. Der skal anvendes én af de obligatoriske M-koder (se ”Kodning af lungecancer”). (D)

43. Visse subtypediagnoser kan ikke stilles på biopsi, men kræver undersøgelse af hele tumoren. (A)

44. Ved mistanke om malignitet skal anvendes M-kode med ”X” som sidste ciffer i den tilsvarende maligne diagnosekode, fx ”M8140X adenokarcinom OBS PRO” (og ikke den separate kode ”ÆFYYY00 obs. pro”). (D)

45. Kodning af operationspræparater bør følge skabelonen nedenfor. Der kodes de elementer, der indgår i de(t) aktuelle præparat(er). (D)

46. Reflextest af de obligatoriske markører bør foretages ved den primære diagnostik af nedenstående grupper. (A)

• EGFR, ALK, ROS1: adenokarcinomer + ikke-småcellede karcinomer, hvor typen ikke sikkert kan afgøres
• PD-L1: alle ikke-småcellede karcinomer

47. Gentagelse af en/flere analyser kan også komme på tale ifm. fx progression/ recidiv/metastaser og ved mistanke om resistensudvikling. (A)

48. Kliniske faktorer som fx rygestatus er ikke bestemmende for, om en/flere analyser kan undlades (hvis der i øvrigt er tilstrækkeligt materiale). Kan dog bruges til at guide prioritering af analyserne, hvis der ikke er tilstrækkeligt materiale til alle. (C)

49. Markørerne kan undersøges med forskellige analysemetoder, som stiller forskellige krav til det diagnostiske materiale. Såvel cytologiske som histologiske materialer kan anvendes. (A)

50. I flere analysepaneler indgår tillige andre markører, som det ikke er obligatorisk at teste for. Lokalt kan det aftales, at forandringer i en/flere af disse rapporteres, såfremt de findes. (C)

51. De fundne analyseresultater skal rapporteres med korrekt nomenklatur og så præcis SNOMED-kodning som muligt. (D)

52. Ny-diagnosticerede patienter med NCSLC bør vurderes med PD-L1 analyse på materiale fra NSCLC ved primære histologiske eller cytologiske diagnostik (B).

53. Det anbefales at anvende platformen OMNIS, som enten pharmDX kit eller som LDT til påvisning af PD-L1 i NSCLC (B).

54. Materiale til PD-L1 analyse kan være både cytologisk og histologisk: 1) Anvendte materiale bør indeholde > 100 maligne tumorceller for at være egnet til vurdering
2) Hvis materialet har < 100 maligne tumorceller, og PD-L1 er negativ bør det anføres som ikke egnet til vurdering af PD-L1 status. 3) Hvis materialet har < 100 maligne tumorceller, og alle er PD-L1-positive, kan det anføres i besvarelsen med en bemærkning om, at antallet af maligne tumorceller til vurdering er beskedent.

55. PD-L1 analysen skal vurderes af rutineret lungepatolog. I tvivlstilfælde bør PD-L1 analysen diskuteres med kollegaer (D).

56. Ensartet og systematisk kodning med Snomed-koder skal udføres og registreres i Patologisystemet. Følgende koder anvendes til evaluering af PD-L1 testen (D):
ÆKPA00: PD-L1 positiv i < 1% af de maligne tumorceller
ÆKPA12: PD-L1 positiv i > 1% og < 25% af de maligne tumorceller ÆKPA25: PD-L1 positiv i > 25% og < 50% af de maligne tumorceller ÆKPA50: PD-L1 positiv i > 50% af de maligne tumorceller
ÆKPXXX: Intet materiale til PD-L1 test

57. Fornyet PD-L1 bør overvejes, hvis den oprindelige PD-L1 analyse var negativ eller TPS var ganske lav hos patienter med recidiv af NSCLC, som har behov for immun terapi behandling, og som ikke har skiftet stadium. (B).

58. Kvalitetskontrol af PD-L1 testen bør foregå regelmæssigt ved: 1) at alle danske patologiafdelinger og laboratorier, som foretager immunhistokemiske PD-L1-analyser, deltager i ekstern kvalitetssikring (NordiQC).
2) at alle laboratorier, som led i intern kvalitetskontrol, minimerer tekniske svigt på de diagnostiske materialer og dokumenterer resultaterne. (D)

59. De af Dansk Patologiselskab udmeldte svartider for prøver i Pakkeforløb bør følges. Der kan dog laves lokale aftaler med længere svartid på nogle prøver. (D)

60. Ifølge Sundhedsstyrelsens retningslinjer er MDT-konference af alle cancerdiagnoser til beslutning om behandling obligatorisk. Patienter med småcellet karcinom, udbredt dissemineret sygdom og/eller akut behov for behandling kan dog henvises til onkologisk afdeling uden at afvente MDT-konferencen. (D)

61. Der bør deltages regelmæssigt i kvalitetsprogrammer indenfor molekylære analyser, FISH og immunhistokemi ift. prædiktive markører (samt generelle moduler for immunhistokemi). (D)